小鼠尾静脉注射的几点体会
在医学研究中，小鼠常常被选为实验对象，进行药理、毒理实验、肿瘤实验及各种急、慢性实验。小鼠目前的给药方式有灌胃给药，腹腔注射，皮下注射，尾静脉注射等 [1] 。尾静脉注射是一项重要的给药
方法
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，由于小鼠尾静脉较细，尾静脉难度大，在学生实验中的广泛应用受到了限制。发
表
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器材:1ml一次性注射器，棉球，纱布，毛巾或面纱手套
方法简介:将小鼠固定在小鼠固定器中，使其尾巴露出。用手指压迫尾根部的两侧片刻，一手食指从下面托起尾尖部,与拇指捏住并微微转动,使左或右侧的静脉向上，一手持4号或4.5号针头注射器，在距尾尖1,2或1,3处进针。发表
2.1实验开始之时，应注意检查小鼠固定器是否完好，注射针头是否变钝，否则应注意更换，以免由于实验器材的问题造成不必要的困扰，影响实验的进度。
2.2小鼠尾部的血运十分丰富，在其背、腹及左右两侧有数条动静脉伴行的血管丛。其中背、腹各一根的动脉与左右各一根的静脉
最为明显。动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于 0.6 0 .5 mm，但当遇到热水,7 5 ,酒精， 或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张， 平均为 0.9 0 .7 mm[3]。
2.3压迫尾根部使血管充盈，此外，使用40 C左右的热水浸泡鼠尾 l 0~2 0 s或使用75, 酒精棉球强檫，软化角质，还可以灯泡靠近鼠尾烤均可以使血管更加充盈、清晰。[4] 局部还可以使用血管扩张药如硝酸甘油[5]。用热水浸泡鼠尾时，注意水温不要太高，以免烫伤鼠尾，甚至引起脱皮。
2.4在实验过程中，注射器中含有少量气泡便可使小鼠出现呼吸急促，四肢抽搐，然后倒地死亡。所以，在进针前应排尽注射器中的空气，以免空气从静脉进入血液循环，形成空气栓塞，造成小鼠的死亡。
2.5进针时，针尖须斜面朝上， 以针头与鼠尾小于15的夹角穿入小鼠尾部皮下静脉后，再以近乎平行的角度缓慢进针。进入后，针尖稍微上挑，刺入已经充盈的尾静脉内3~5 mm。保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。刺入后肉眼可以看到血管内的针管，先缓注少量药液，若针头前进及推药均通畅，无阻力，且见液体沿静脉走向流动，则说明针头已经准确插入静脉内，表示针头已进入静脉，可
继续注入。若推药有阻力甚至针头处出现白隆起、色的皮丘，则表明未刺入血管，应重新向尾巴根部移动注射。
2.6进针推药时，因为小鼠尾静脉的血管壁较薄，应保持针管的相对平稳，以免针尖晃动，戳破血管，造成穿刺的失败。一般推药时速度要缓慢，推药要均匀，其速度不宜过快，以免造成小鼠血容量在短时间内的急剧上升，造成充血性心力衰竭。
2.7注射时还发现有些小鼠的敏感性较高,即使在轻微刺激下,全身肌肉处于紧张状态,尾巴强直,或是小鼠受到刺激后，烦躁不安，尖叫、乱动，致使穿刺不易成功。此时，应稍等片刻,待动物安静后再行穿刺。
2.8穿刺尾静脉时要用一份平和的心态。穿刺成功了，不骄傲，尽量感受穿刺成功时的那种手感，同时总结出自己的一套成功的方法;失败了，不气馁，不浮躁，继续静下心来练习，相信天道酬勤。
2.9抓住一切可能的机会练习尾静脉。如在上实验课时，对完成教学任务的小鼠不要立即处死，可以充分的将其利用，来进行穿刺尾静脉练习。同时，在练习时，最好能两到三人组成一个小组，相互交流经验，相互学习，共同进步。小鼠尾静脉的穿刺是一个熟能生巧的过程。平时多加强练习，定能有所收获。
参考文献
[1]梁月琴,杨波.大鼠、小鼠给药及采血的几点体会[J].山西医科大学学报，2000,31(1):92-93.
[2]徐叔云,卞如濂,陈修.药理实验方法学.第2版[M].北京:人民卫生出版社, 1991:156.
[3]杨春练，方青枝(小.鼠尾静脉作为新护士静脉穿刺训练模[J](医药世界，2005, (5):69-70.
[4]叶明霞,孔利佳,许 迪,等.浅谈大小鼠尾静脉注射之经验体会[J].中华临床医学杂志，2008;9(12):58-59.
[5]蒋兰兰，冯俊涛，罗百灵，等.硝酸甘油干预法对小鼠尾脉穿刺效果影响[J].中国医学工程，2 0 0 4;12 ( 4 ) :9 2 .
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