[优质文档]不合河岸带植物根际丁草胺落解特征差异及其微生物学机制

[优质文档]不合河岸带植物根际丁草胺落解特征差异及其微生物学机制 不同河岸带植物根际丁草胺降解特性差异及其微生物学机制 *陈海雁,杨长明,李建华 同济大学环境科学与工程学院,上海 200092 摘要,以根际袋盆栽方法,研究了芦苇(Phragmites australis)、茭白(Zizania aquatica)、菖蒲(Acorus calamus Linn)三种典型河岸带植物根际丁草胺降解特征的差异,并从微生物学角度探讨了可能的机制。结果 表 关于同志近三年现实表现材料材料类招标技术评分表图表与交易pdf视力表打印pdf用图表说话 pdf 明,与非根际相比较,不同河岸带植物根际对土壤中丁草胺降解有显著的增强效应。不同河岸带植物对丁草胺的降解效果存在显著差异,降解效果由大到小的次序为,菖蒲,芦苇,茭白。芦苇、茭白、菖蒲根际丁草胺降解速率常数依次分别为0.0606、0.0500、0.0680。在丁草胺作用下,不同河岸带植物根际与非根际土壤关键酶的活性和微生物特征存在明显差异。丁草胺对几种植物根际与非根际脱氢酶与脲酶都有不同程度的激活,但随后抑制并趋于正常水平,而磷酸酶则基本上影响不明显。同期根际的酶活性要比非根际的高。丁草胺作用后,对土壤细菌及真菌有明显的抑制作用,但对放线菌的数量影响不大。与芦苇和茭白相比,菖蒲根际土壤酶活性和微生物数量明显更高, 说明 关于失联党员情况说明岗位说明总经理岗位说明书会计岗位说明书行政主管岗位说明书 该植物对土壤中丁草胺污染具有较好的缓冲作用,从而大大提高了丁草胺的微生物降解的增强效应。 关键词,丁草胺,根际降解,河岸带植物,微生物特征 中图分类号,X592 文献标识码,A 文章编号,1672-2175,2008,06-2201-06 丁草胺,CHClNO,是目前在我国水稻田期为今后农业流域农药面源污染控制和河岸带植17262[1]中广泛使用的一种酞胺类除草剂。丁草胺对鱼类 物的选择提供依据。 和水生动物毒性较大,丁草胺容易通过排灌水和农1 材料与方法 田地表径流等途径进入水体,对水环境也造成了很1.1 供试材料 [2]大的影响本文选择在崇明岛河岸带具有典型的三种土。如何削减农田农药通过排水和径流向 著植物作为实验材料,分别为芦苇,phragmites 周边水体输送,改善水环境功能,是目前农业流域 面源污染控制的一项重要课题。 australis,、菖蒲,Acorus calamus Linn,和茭白 植物根际环境是一个特殊的微生态环境。由于,Zizania aquatica,,均取自于崇明水环境实验基地 河岸带。植物采集时间为2008年3月5日,同一种河根系及其分泌物的存在,增加了微生物的活动区域 和生物量。这种微生物在数量和活动上的增长,很岸带植物尽量选择长势一致的植株。试验前对所有[3]可能是根际非生物化合物代谢降解的因素。研究供试的河岸带植物进行预培养5 d,然后移栽到塑料表明植物根际微生物明显比空白土壤中多,这些增盆钵中。 [4-5]加的微生物能提高有机物质的降解。由于根系供试土壤取自崇明水环境实验基地附近的河分泌物的作用,根际有较高浓度的碳水化合物、氨表1 供试土壤理化性质 Table 1 Physical and chemica l parameters of the tested so il基酸、维生素和其他生长因子,使之成为微生物生[6-7] 长旺盛的区域,从而大大增强有机污染物微生-1-1-1pH w(有机质)/% b(CEC)/(cmol?kg) w(TN)/(mg?g) w(TP)/(mg?g) 物降解效应。 7.97 0.635 4.409 1.09 0.74 河岸带,Riparian zone,可以有效截留、吸附 岸边,土壤类型为砂质沉积土,其基本理化性质如和降解周边地表径流和排水中的各种农业污染物 表1所示。新鲜土壤自然风干过2 mm筛,以备用。,N、P和农药,,从而有效控制农业非点源污染,[8] 对维持和改善河流水环境具有重要作用。特别是 1.2 实验方法 河岸带植物由于其发达的根系及其微域环境,可能[9-10]本试验采用根际袋法进行盆栽模拟试验,称取会对农业面源污染截留、降解发挥重要作用, 供试土壤2.5 kg于塑料盆钵中,其中500 g装在300但相关研究还鲜见报道。本文通过模拟试验,研究 目的尼龙网袋中,拌入尿素和磷酸二氢钾作底肥。了几种不同河岸带植物根际丁草胺降解特征差异, 丁草胺溶解于甲醇后,均匀加入到上述土样中,充并从根际微生物变化角度,探讨了可能的机理,以 分搅拌、混匀,待甲醇挥发后,用未处理土壤不断K-D浓缩至约2 mL,以氮气吹干,用石油醚定容至稀释,多次搅拌后过2 mm筛,得到丁草胺初始质量 0.5 mL,待GC-ECD测定。-1分数为8 mg?kg的实验土壤。每袋种植供试河岸带色谱分析条件,毛细管色谱柱HP-5,长25 m,植物3~5株,做3次重复,同时设置空白对照。采用内径0.32 mm。分流进样,柱温205 ?,进样口及检-2干湿交替的水管理模式,以模拟河岸带水文条件。测器温度270 ?,载气为高纯氮,柱前压1.1 kg?cm,-1为了减少光照对丁草胺降解的影响,每个盆钵用可尾吹50 ml?min。丁草胺保留时间9.0 min左右。以透气的铝箔纸进行遮光处理。 1.3 样品采集与分析 2 结果与分析 1.3.1 样品采集与处理 2.1 不同河岸带植物根际土壤酶活性的动态变化 分别于移栽1、7、14、21、28、35和45 d,取 不同河岸带植物根际和非根际土壤进行测定。从根图1为丁草胺作用下不同河岸带植物根际土壤袋取出的即为根际土壤,离根袋3 cm以外即为非根脱氢酶活性的变化情况。从图1可以看到,与对照际土壤,非根际土取样深度与根袋内土壤相同。考相比,在丁草胺作用后,芦苇根际脱氢酶活性受到虑到培明显抑制,但随后被激发,在第7天的时候,达到养初期植物根际没有完全充满根袋,所以土 最高值,这可能是因为丁草胺被微生物当作碳源利壤采样时尽量靠近根表。采集的样品一部分用作微 生物分析,4 ?以下保存,,一部分作丁草胺残留用的缘故。随后便受到明显的抑制,在培养14 d的分析,鲜样,。 时候,芦苇根际脱氢酶活性比对照的明显要低。此1.3.2 土壤样品分析 1400土壤脱氢酶活性采用氯化三苯基四氮唑,TTC,abcdef) -1?g法测定,TTC被还原后,能形成脂溶性的红色产物-11200 (1)三苯基甲簪,TPF,,采用苯酚-次氯酸钠比色法测1000)定土壤脲酶活性,该方法以尿素为基质,根据酶促-1•g800产物氨与苯酚-次氯酸钠作用生成蓝色的靛酚,以24 -1 h后1 g土壤中NH-N的质量,mg,表示脲酶的活性,6003 采用磷酸苯二钠比色法测土壤磷酸酶活性,以24 h400后1 g土壤中释出的酚的质量,mg,表示磷酸酶活 200脱氢酶/(uL•h性。以上方法均参照文献[11]进行。 0 1714212835土壤微生物数量的计数称取10 g新鲜土样,按[12]培养时间/d常规平板法培养微生物,用MPN法进行计数。细 菌用牛肉膏蛋白冻培养基培养,真菌用查彼克氏培1200abcdef) 脱氢酶活性(以TPF的量计)/(μL?h养基培养,放线菌用改良高氏1号培养基培养。-1?g-11000 (2) 土壤中丁草胺残留量测定采用文献[13]的方)800-1法,准确称取新鲜土样30.0 g置于100 mL具塞锥瓶•g-1600中,以40 mL 1/1石油醚/丙酮液浸泡过夜,在振荡 器上振荡提取20 min,转入100 mL玻璃离心管中,400另用2 mL 1/1石油醚/丙酮液洗锥瓶两次使转移完-1脱氢酶/(uL•h200全,在4000 r?min下离心3 min。吸取离心后的上清 脱氢酶活性(以TPF的量计)/(μL?h液20~30 mL转入250 mL分液漏斗中,分液漏斗中预0先放有6%硫酸钠液70 mL,分液漏斗置于振荡器上1714212835振荡3 min,静置分层,弃去水相以除去丙酮及水溶培养时间/d 性杂质。石油醚层用6%硫酸钠液50 mL再洗一次,图1 丁草胺对植物根际(1)与非根际(2)土壤脱氢酶活性的影响弃去水相后,从分液漏斗上口将有机相转入K-D浓 缩仪中,在60 ?水浴中浓缩至2 mL,浓缩提取液待Fig. 1 Effect of butachlor on rhizosphere and non- rhizosphere 过氟罗里硅土柱净化。以体积比为94?6的石油醚/soil dehydrogenase activity 丙酮液25 mL淋出待测组分。洗脱液在60 ?水浴中(a-芦苇根际土; b,茭白根际土; c,菖蒲根际土; d,芦苇对照根土; e,茭白对照根土; f,菖蒲对照根土。下同。) 后,根际酶活性逐渐升高,并达到初始的正常水平。常水平,但并没有表现出很明显的激发作用。对照而对照的植物根际酶活性基本上是下降的趋势并土壤中的酶活性总体上呈下降的趋势。植物根际与且最终低于芦苇根际活性。茭白与菖蒲的根际脱氢非根际相比,同时期的根际土壤比非根际土壤中的酶活性与对照相比,没有受到激活,最初受到抑制 脱氢酶活性要高。 后,其过程逐渐恢复到正常水平,并且低于对照根与对照相比,在丁草胺作用下,芦苇根际磷酸际活性。酶活性变化不明显,图3 ,。在轻微的抑制后,到了 从植物非根际土壤脱氢酶活性变化,图1,可第14 d,磷酸酶活性稍微被激发,超过了对照芦苇。以明显看出,在丁草胺培养下3种植物非根际与对此后便又受到抑制,并一直小于对照的活性。这可照相比,一开始受到抑制,随后逐渐恢复到正常水能是由于丁草胺起初被当作碳源而被土壤中的微平,但并没有表现出很明显的激发作用。对照土壤生物利用而使得酶活性提高,但后来,普通细菌由中的酶活性总体上呈下降的趋势。植物根际与非根于受到丁草胺的毒害作用而数量减少,从而使酶活际相比,同时期的根际土壤比非根际土壤中的脱氢性下降。同理,茭白与菖蒲也是如此。非根际的土酶活性要高。不同河岸带植物根际与非根际脲酶活壤中磷酸酶的变化不大,基本上没有很明显的激性变化见图2。从图2可以看出,丁草胺作用下植物活,抑制的程度也不大。 根际脲酶的活性变化呈现出与脱氢酶相似的规律。2.2 不同河岸带植物根际微生物数量的变化与对照相比,在丁草胺作用后,芦苇根际脲酶活性 受到明显抑制,但随后被激发,在第7天的时候,abcdef0.7磷酸酶活性(以酚的质量计)/(mg?g) 达到最高值,这可能是因为丁草胺被微生物当作碳-1(1)0.6源利用的缘故。随后便受到明显的抑制,在第14 0.5)天的时候,芦苇根际脲酶活性比对照的要低。此后,-1 根际酶活性逐渐升高,并达到初始的正常水平。而0.4 对照的植物根际酶活性基本上是下降的趋势并且0.3 最终低于芦苇根际活性。茭白与菖蒲的根际脲酶活酶活性/(mg•g0.2性与对照相比,没有受到激活,最初受到抑制后,0.1其过程逐渐恢复到正常水平,并且低于对照根际磷酸酶活性(以酚的质量计)/(mg?g0活性。 1714212835 丁草胺作用下,3种植物非根际脱氢酶活性与 培养时间/d之对照相比,一开始受到抑制,随后逐渐恢复到正0.7abcdef) -1(2)0.6 0.5)-1 0.4 0.3 酶活性/(mg•g0.2 0.1 0 1714212835 培养时间/d 图3 丁草胺对植物根际土壤磷酸酶活性的影响 Fig. 3 Effect of butachlor on rhizosphere and non-rhizosphere soil ALP activity 在丁草胺培养下,在第1天,第21天及最后第丁草胺作用下的植物真菌数量也有明显下降,35天的时间范围内,细菌的数量减少了一个数量但不同植物之间抑制率不同,甚至菖蒲在第35天的级。并且丁草胺作用后,与对照相比,处理过的芦时候,处理过的土壤比对照土中的真菌数要多。这苇细菌数量远少于对照的,约为对照的一半,抑制可能是菖蒲根际的某些耐受真菌以丁草胺为碳源率根际平均为52.8%,而非根际的抑制率平均为 而使数量上减少得比对照缓慢。 放线菌在丁草胺作用后,呈现数量增多的现52.9%。而根际与非根际上,细菌数量的变化有很 象大的区别。例如,处理芦苇根际与非根际的数量比,但根际效应不明显。丁草胺作用下的植物比对为2.5,对照芦苇的根际效应为1.45。这说明芦苇在照植物中放线菌的数量明显偏少,这说明丁草胺对丁草胺作用下,虽然总体上细菌数量受到抑制,但根际放线菌的活性产生了轻微的抑制,但并不明却增加了它的根际效应。详见表2。显,不会使它在总体数量上减少。 而茭白在丁草胺作用下,细菌数量的抑制率,2.3 不同河岸带植物根际丁草胺的降解特征根际与非根际分别为35.6%,35.5%。,处理与对照 丁草胺在不同河岸带植物根际土壤与非根际的根际效应分别为1.2和1.21。这说明丁草胺对茭白 土壤中的降解动态如图4的作用明显,且对它不具有激发作用,它的根际效所示。由图4可见,试验初应不明显。菖蒲在丁草胺作用下,细菌数量的抑制期,丁草胺在土壤中的降解不明显,有一个延迟期,率,根际与非根际分别为47.6%,61.0%。,处理与可能是因为土壤中微生物对外来污染物存在一个 驯化或适应过程。第对照的根际效应分别为2.6和2。这说明丁草胺对茭7天开始,农药降解加快,并白的作用较之芦苇和茭白更明显,受到抑制最大,且一直持续到最后。尤其是在芦苇根际土壤中,在但根际效应也较明显,且丁草胺处理后,稍微加强第35天左右丁草胺的降解率为67.72%,而在非根际 土壤中的降解率仅为47.56%,差异达到极显著水平了菖蒲的根际效应。 (P < 0.01)。在茭白根际土壤中,在第35天左右丁草胺0.35脲酶活性(以NH) abcdef-1的降解率为67.87%,而在非根际土壤中的降解率仅0.3为47.04%,在菖蒲根际土壤中,在第35天左右丁草)-10.25(1)胺的降解率为71.43%,而在非根际土壤中的降解率 仅为46.61%。这与根际土壤酶活性在14 d时与非根0.2 -N的质量计)/(mg?g际土壤酶活性差异达到极显著相一致,可能是由于30.15 移栽后菖蒲需要一个适应生长过程,随着植物的生酶活性(/mg•g0.1 长,根系日益发达,其分泌物如糖类、氨基酸、脂 0.05肪等改变了根际土壤的物理化学性质,有利于微生脲酶活性(以NH0物在根际土壤中的生存和繁殖,从而可改善土壤中 1714212835农药的降解条件。 培养时间/d丁草胺在土壤中的降解可以用一级动力学方) abcdef0.3-1表2 丁草胺作用下根际与非根际微生物数量变化 0.25Table 2 the changement of the quantity of the microbial of the rhizosphere and non-rhizosphere soil )844-1(2)细菌数(个)×10 真菌数(个)×10 放线菌数(个)×10 0.2试验处理 1 d 21 d 35 d 1 d 21 d 35 d 1 d 21 d 35 d 0.15芦苇 根际 1.06 0.64 0.30 4.0 1.6 0.5 0 2 3 -N的质量计)/(mg?g3非根际 0.70 0.50 0.12 1.0 0.8 0.4 0 0 0.3 0.1酶活性/(mg•g对照芦苇 根际 2.08 1.12 0.90 9.0 0.6 0.82 0 5 9 0.05非根际 1.25 0.76 0.62 3.0 1.68 0.8 0 3 9 茭白 根际 1.12 0.56 0.12 3 0.9 1.21 0 2.5 8 0非根际 0.98 0.40 0.10 3 0.1 0.2 0 0 0.5 1714212835对照茭白 根际 1.27 0.80 0.35 4.0 1.8 0.35 0 3 8 培养时间/d 非根际 1.20 0.52 0.29 4.0 0.3 0.3 0 1 2.7 菖蒲 根际 0.61 0.42 0.13 1.0 2.1 2.35 0 1 1.5 图2 丁草胺对植物根际(1)与非根际(2)土壤脲酶活性的影响 非根际 0.52 0.23 0.05 0.9 0.56 0.36 0 0 1.1 对照菖蒲 根际 1.34 0.56 0.36 2.0 1.1 0.94 0 4 9.4 Fig. 2 Effect of butachlor on rhizosphere and 非根际 non-rhizosphere soil urease activity1.28 0.48 0.18 1.0 0.5 0.8 0 1 8 茭白根际与非根际土壤中丁草胺残留量芦苇根际与非根际土壤中丁草胺残留量 9.0009.000 8.000根际8.000根际))7.0007.000非根际非根际-1-16.0006.0005.0005.000 4.0004.0003.0003.000 2.0002.000残留量/(mg•kg残留量/(mg•kg1.0001.000 0.0000.000 17142128351714212835 培养时间/d培养时间/d 菖蒲根际与非根际土壤中丁草胺残留量不同植物根际土壤中丁草胺残留量 9.0008.000 根际芦苇8.0007.000))非根际茭白7.0006.000-1-16.000菖蒲5.0005.0004.0004.0003.0003.000 2.0002.000残留量/(mg•kg残留量/(mg•kg1.0001.000 0.0000.00017142128351714212835 培养时间/d培养时间/d 图4 不同河岸带植物根际对丁草胺降解的差异 Fig. 4 Degradation of butachlor in the rhizosphere and non- rhizosphere soil of different riparian plants 程模拟, - k tC=Ce 3 结论 t 0 C为丁草胺在t时刻土壤中的残留浓度,C为丁,1,总体来看,丁草胺对土壤脱氢酶与脲酶活性t0 草胺的初始浓度,k为降解速率常数,t为时间。据表现为初始激活,但随后抑制再逐渐恢复的过程。此求得丁草胺降解动力学参数,芦苇根际土壤中丁对磷酸酶的影响不大。在试验的各个时期,植物根草胺的降解速率常数为0.0556,相应的半衰期为际土壤酶活性均比同期非根际土壤酶活性要高,说8.99 d,非根际土壤中丁草胺的降解速率常数为明植物根系对土壤脲酶和脱氢酶的活性起到了刺0.0197,相应的半衰期为25.38 d。与非根际土壤相激作用。并且这种刺激作用菖蒲最强,芦苇次之,比,芦苇根际土壤中丁草胺的降解速率提高了1.82茭白最小。 倍,半衰期缩短64.58%,茭白的根际降解速率常数,2,丁草胺作用35 d后,根际土壤与非根际土为0.05,相应的半衰期为10 d,非根际土壤中丁草壤中的细菌和真菌生长受到抑制。丁草胺对普通放胺的降解速率常数为0.0198,相应的半衰期为25.25 线菌影响不大,土壤中能以丁草胺作为碳源的放线d。与非根际土壤相比,茭白根际土壤中丁草胺的降菌数量较少。 解速率提高了1.52倍,半衰期缩短60.4%,菖蒲根际,3,由于植物根际含有丰富的微生物,丁草胺土壤中丁草胺的降解速率常数为0.057,相应的半衰在植物根际土壤中的降解要快于非根际土壤。在芦期为8.77 d,非根际土壤中丁草胺的降解速率常数苇、茭白、菖蒲三种植物中,这种根际增强效应由为0.0191,相应的半衰期为26.18 d,与非根际土壤大到小依次为菖蒲,芦苇,茭白。相比,菖蒲根际土壤中丁草胺的降解速率提高了 2.09倍,半衰期缩短66.5%。可见,植物根系与微生 物的协同作用可有效地促进丁草胺的降解,而所选参考文献, [1] 郑和辉, 叶常明. 环境样品中乙草胺和丁草胺的残留分析[J]. 中国取的三种植物都不同程度地表现出这种促进作用。 环境科学, 2001, 21(3): 217-220. 其中,菖蒲的促进作用最高,芦苇次之,茭白最小。 Zheng Hehui, Ye Changming. 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Degradation of butachlor in rhizophere soil of different riparian plants and its micrological mechanisms *Chen Haiyan, Yang Changming, Li Jianhua College of Environmental Science and Engineering, Tongji Uni versity, Shanghai 200092, China Abstract: A pot experiment with rhizobag technique was conducted to investigate the degradation characteristics of butachlor in rhizophere and non-rhizosphere soils of Phragmites australis, Zizania aquatica, Acorus calamus Linn three kinds of different riparian plants, and possible mechanism was also discused by microbiological analysis. The research results showed that compared with non-rhizosphere soil, the degradadtion of butachlor in rhizophere soil of different riparian plants have distinct enganced effect. And there existed significant differnces in degradation dynamics of butachlor in the rhizophere soils between different riparian plants, Acorus calamus Linn showed significantly higher degradation effiency of butachlor in the rhizophere soil, followed phragmites aus- tralis and zizania aquatica with degradation rates of 0.0690, 0.0606, and 0.0500, respectively. Due to butachlor addition,key enzyme activities and microbial characteristics showed significant (P< 0.01) differences in rhizophere and non-rhizosphere soils of different riparian plant. And the activities of the dehydrogenase and ,urease activityhave were stimulated firstly ,but then were inhibitioned,and back to the initial level, and the activity of the ALP showed no signifcant response to butachlor addition. Simultaneity,the enzyme activities of rhizophere soils are higher than non-rhizosphere soils.The quantity of the bacteria and fungi is destracted ,and the effect to actinomycete is not obvious under pot cultivation with butachlor. Acorus calamus Linn showed significantly higher enzyme activi- ties and the quantity of the bacteria and fungi, as copmared to Zizania aquatica.and phragmites australis, meaning that the riparian palnt has a better buffer performance to butachlor addition. As a result, Acorus calamus Linn had greater improvement effect on mi-crobial degradation of butachlor in soils. Key words: butachlor; rhizosphere degradation; riparian palnt; microbial characteristics